axr2 jest dominującym mutantem genu Arabidopsis AUX/IAA7, który koduje represor transkrypcyjny w sygnalizacji auksyny pośredniczącej w TIR1.1,2 W Axr2 zmutowane białko jest stabilizowane przez mutację w degronie zwanej domeną II, co prowadzi do hamowania transkrypcji za pośrednictwem czynników odpowiedzi auksyny.2axr2 jest karłem i wykazuje wyraźne wady grawitropowe korzeni, hypokotyli i łodyg kwiatostanowych.,1,3 w niniejszym badaniu zbadaliśmy fototropizm kwiatostanów axr2 i stwierdziliśmy, że wykazują one ujemny fototropizm, w przeciwieństwie do pozytywnego fototropizmu dzikich łodyg.4 negatywna reakcja fototropowa axr2 i pozytywna reakcja fototropowa typu dzikiego na jednostronne napromieniowanie światłem niebieskim wykazały zasadniczo te same krzywe odpowiedzi dawki, podczas gdy fot1 fot2 podwójne mutanty nie wykazały odpowiedzi fototropowej, jak stwierdzono dla fototropizmu macierzystego w podwójnym mutancie.,4 Wyniki te sugerują, że fototropizm ujemny łodyg axr2 jest pośredniczony przez fototropiny, podobnie jak fototropizm dodatni w typie dzikim. Zastosowanie pasty lanolinowej zawierającej syntetyczną auksynę, kwas 1-naftalenooctowy (NAA), na apices pędu zmniejszyło wielkość negatywnej odpowiedzi fototropowej w axr2, ale zwiększyło pozytywną odpowiedź fototropową typu dzikiego (Fig. 1and2).2)., Zastosowanie inhibitora polarnego transportu auksyny, kwasu 1-N-naftyloptalamowego (NPA), nie miało wpływu na pozytywną odpowiedź fototropową typu dzikiego i nieznaczne zmniejszenie negatywnej odpowiedzi fototropowej axr2. Dekapitacja wierzchołka, która prawdopodobnie jest głównym źródłem auksyny dla łodyg, spowodowała małą negatywną odpowiedź fototropową w typie dzikim, ale nie miała wpływu na negatywną odpowiedź fototropową axr2., Wyniki te sugerują, że obniżony poziom auksyny prowadzi do zmniejszenia wielkości fototropizmu dodatniego, a ostatecznie, gdy poziom auksyny jest wystarczająco obniżony, do fototropizmu ujemnego. Następnie zbadaliśmy fototropizm w pgp1 pgp19 double mutants (pgpD). PGP koduje transportery auksyny ABC, których wady zostały zgłoszone w celu zmniejszenia podstawowego transportu auksyny w kwiatostanach.,Kwiatostany 5pgpd nie wykazały odpowiedzi fototropowej, podczas gdy ścięte kwiatostany pgpD wykazały negatywną odpowiedź fototropową, obserwację zgodną z powyższą sugestią. W rzeczywistości poziom ekspresji genów indukowanych auksyną, takich jak iaa14, iaa19 i SAUR50, został zmniejszony w łodygach axr2 i pgpD w porównaniu z łodygami typu dzikiego, a w każdym genotypie ścięcie głowy dodatkowo zmniejszyło poziom ekspresji. Ujemny fototropizm odnotowano tylko u koleoptyli owsa, gdy narażony jest na jednostronne napromieniowanie impulsowe z ograniczonym zakresem fluencji światła niebieskiego.,6 wyniki niniejszego badania sugerują, że ujemny fototropizm może wystąpić, gdy poziom auksyny lub sygnalizacji auksyny jest zredukowany do minimalnego poziomu, a ujemny fototropizm jest podstawową odpowiedzią na jednostronne napromieniowanie światłem niebieskim w narządach osiowych roślin.
fototropizm dzikiego typu (A, B, E I F) lub axr2-1 (C, D, G I H) kwiatostanów dotkniętych nałożeniem NAA na Region wierzchołkowy pędu (A do D) lub dekapitacją (E do H)., Zdjęcia wykonano przed (A, C, E I G) oraz po jednostronnym naświetlaniu światłem niebieskim przy 53 µmol s-1 m−2 przez 24 godziny z lewej strony (B, D, F I H). Łodygi bez żadnych zabiegów są oznaczone kółkami, a łodygi poddane obróbce NAA lub ścięte są oznaczone trójkątami. Drążek, 2 cm. Zdjęcia pochodzą z badań Sato et al.8
reakcje Fototropowe kwiatostanów nienaruszonych lub ściętych lub kwiatostanów leczonych NAA lub NPA., Krzywizna fototropowa została wywołana jednostronnym napromieniowaniem światłem niebieskim przy 53 µmol s-1 m-2 przez 24 godziny. dziewięćdziesiąt stopni wskazuje kierunek Źródła światła niebieskiego, a 0 stopni wskazuje pionowo w górę. Gdy kwiatostany wykazywały okrążenie, wskazana wartość jest średnią kątów obserwowanych w jednym okresie. phot1 phot2 jest podwójnym mutantem fototropin. Dane są odtwarzane z tych w Sato et al.8
zbadaliśmy również grawitropizm w kwiatostanach axr2 i stwierdziliśmy, że został on częściowo przywrócony w świetle białym., W rzeczywistości łodygi typu dzikiego wykazały szybszą reakcję grawitropową w świetle niż w ciemności. Pomimo agrawitropicznego charakteru łodyg axr2, amyloplasty w endodermie axr2 sedymentowały normalnie. Zastosowanie NAA lub NPA, lub dekapitacja spowalniała grawitropizm w łodygach kwiatostanowych typu dzikiego i axr2; w niektórych przypadkach nie miało znaczącego wpływu. Wyniki te sugerują, że poziomy auksyny lub sygnalizacji auksyny, które ograniczają odpowiedzi fototropowe w łodydze, są prawie optymalne dla grawitropizmu łodygi.,
aby określić znaczenie (jeśli istnieje) endodermis w fototropizmie łodyg, stworzyliśmy transgenic Arabidopsis (PSCR:GFP-axr2), który wyrażał białko fuzyjne GFP-axr2 napędzane przez promotor Stracha na wróble specyficzny dla endodermis. Grawitropizm w kwiatostanach linii transgenicznych został naruszony, podobnie jak w axr2, ale odpowiedź fototropowa była normalna. Ponadto nie stwierdzono wpływu ani grawitropizmu, ani fototropizmu w etiolowanych hipokotylach linii transgenicznych. Wyniki te potwierdzają wcześniejsze stwierdzenie, że endodermis odgrywa kluczową rolę w grawitropizmie macierzystym, ale nie w fototropizmie.,7